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--- bleaching [2025/02/21 07:40] – Konajirami-ya
+++ bleaching [2025/02/21 10:49] (現在) – Konajirami-ya
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 </WRAP>
-検体を漂白剤に浸漬してある程度透明化させる処理。
+検体を漂白剤に浸漬してある程度透明化する処理。
 黒く不透明な検体の場合に行う。
 光学顕微鏡は透過照明なので不透明だと観察できない。
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 ===== 順番 =====
-私は長い間、[[dewaxing]]の後で漂白処理を行ってきたが処理が少し面倒になる。
+私は長い間、[[dewaxing]]の後で漂白処理を行ってきたが、
 ワックスが少ない検体で試してみたところ[[dewaxing]]の前に行っても問題なさそうだった。
-ワックスが多い検体でどうなるかは未調査。
+そうすると脱ロウ剤->水への置換処理が省けるので少し手間が減る。
-[[maceration]]の前に行うことも可能だが終了の判断が難しい。
+ワックスが多い検体でもできるかどうかは未調査。
-前に行いたいと思うのは、イヌツゲクビレコナジラミのように背面も覆面も黒く[[maceration]]の終了の判断がつきにくいとき。
+そして、まだ十分テストされていないが、[[maceration]]の前に行っても良さそうだった。
-アオキコナジラミは覆面側が透明なので良いのだが。
+[[maceration]]の前に行うと、黒くて不透明な検体の[[maceration]]の終了判定がやりやすくなる。
+しかし漂白終了の判断は難しい。
 軟弱個体の場合は[[maceration]]の前に行う。
+-> どこかにまとめる。
+※多くの黒いコナジラミの蛹殻は覆面側が透明な場合が多いが、イヌツゲクビレコナジラミの用に両面とも黒い種もある。
 ===== 道具 =====
   * 容器は[[glass dishes]]でも[[plastic dishes]]でも良い。
-  * [[microscooper]]や[[microbrush]]。気泡が発生し検体が浮いてくるので、[[pipette]]は使えない。
+  * [[microscooper]]や[[microbrush]]。気泡が発生し検体が浮いてくるので[[pipette]]は使いづらいと思う。気泡があるとチップの壁面にくっつきやすいし。
   * [[hydrogen_peroxide]]
   * [[ammonia_water]]
-透明な容器でかつ加温する場合は[[anti-fogging]]処理を施すとフタをしたまま中が見れて便利。
+透明な容器でかつ加温する場合は[[anti-fogging]]処理を施すとフタをしたまま中が見れて便利(テスト中)。
-またプラスチック容器の場合は[[plastic dishes#濡れ性の改善]]を行うと見やすくなる。
+またプラスチック容器の場合は[[plastic dishes#濡れ性の改善]]を行うと見やすくなるかもしれない(テスト中)。
 ===== 手順 =====
-容器に検体と漂白剤を入れフタをしてしばらく置く。
+容器に検体と[[hydrogen peroxide]]と[[ammonia water]]を入れしてしばらく置く。
-ときどき観察して、完了した個体から順番にすくい上げる。
+加温する場合はフタをする。
+ときどき観察して、完了した個体から順番に[[microscooper]]等を使ってすくい上げる。
-どれくらいの濃度に仕上げるか?　写真
+常温でも加温しても良い。
-処理時間はおよそ30分〜2時間ぐらいか?
+処理時間は設定温度60度に加温しておよそ30分〜2時間ぐらいか?
-再調査。
+-> 種ごとに例を挙げる。
-常温でも加温しても良い。
+どれくらいの濃度に仕上げるか?
+濃いと生物顕微鏡で見づらい。
+ちょっと薄めな感じで良いと思う。
+写真
+[[maceration]]の前に行う場合、[[maceration]]でも漂白されるので、濃いめに引き上げる必要がある。