白い検体(処理すると透明になる)の場合に染色を行う。 酸性フクシンによる染色はアブラムシ、カイガラムシ、コナジラミ等を カナダバルサムで封入する場合の代表的な方法。 文献に載っている方法ではどうもうまく行かないので、 私が行っている方法を紹介する。 簡単に言うと、 極めて薄い染色液で加温し長時間(8時間とか)掛けて処理する。 そのため容器は漏れの少ないマイクロチューブを使用する。

• 2mL程度のポリプロピレン製の半透明なマイクロチューブ、底は丸か浅いV字型の方が良い。
• 酢酸
• 酸性フクシン 0.001% 染色液。
• 細口ピペット
• 太口ピペット
• ホットプレート。加温する場合に必要。なくてもできるかもしれないがすごく時間が掛かる。
• マイクロチューブ立て ホットプレートに収められる小型のもの。
• 吸着剤(下記)。濃くなりすぎた時に脱色するのに使う。
• ピンセット

吸着剤は実験中だが、とりあえず鶏卵の卵殻膜が使用できる。

1. ゆで卵を作ったときに、卵殻膜(薄皮)を取り出す。
2. お酢などに1日ぐらい浸けて卵殻の成分(炭酸カルシウム)を溶かす。
3. 水洗、乾燥
4. 小さく切ってケースに入れておく。長期保存できる。

前工程は酸性化かdefattingで、 浅い容器に入っているとする。

まとめて処理し個別に掬うことはしないので、 複数個体をまとめて処理する場合は同種の同じような大きさものをまとめること。

(1) 前工程で使用した薬液を細口ピペットを使って排液し

(2) 酢酸を0.2〜0.5mLくらい加える。

(3) 太口ピペットを使い検体を酢酸ごとマイクロチューブに移動する。 酢酸の量はそれほど多くなくて良い。 多いとチューブ越しに実体顕微鏡で観察しづらくなる。

(4) 0.001%染色液を検体の数の1/2から同程度の滴数(検体が6個の場合3〜6滴)加えフタをしっかり絞める。 かなり薄いがこれで良い。 1滴の量…

(5) マイクロチューブをホルダーに固定しホットプレートに入れて60℃設定で8時間ほど静置する。 ときどき観察する。

実体顕微鏡で状態を見る場合は図のように、 マイクロチューブを斜めに保持して水平な液面の下に検体が来るようにするといくらか見やすい (液体の量が多いとこれができない)。

【薄い場合】 8時間ぐらいおいても薄い場合は、0.001%酸性フクシンを追加して様子を見る。

【斑になった場合】 途中で斑になることも多く､その場合は平均すると良い染まり具合になりそうと思った時点で､ 薬液を酢酸に置き換え、そのまま加温を続ける。 8時間ぐらい置く。

【濃くなりすぎてしまった場合】 途中で濃くなり過ぎたと思ったら､ 薬液をただの酢酸に置き換え､ 卵殻膜を投入し加温して静置する。 濃すぎると生物顕微鏡で観察したときにコントラストが低くく見づらい。

(7) 【ええ感じにそまったら】終了。

• 酸性フクシンは可燃性なので扱いには注意すること。
• フタを開けるときは少し冷ましてからの方が良い。
• 次の透明化に時間を掛けないこと。5分程度行った後､すぐにマウントする。 → クローブオイルの品質の問題もあるか?

なにかバッファ的なものを入れて染色液の量を一定にさせることができないか? 決まった大きさの卵殻膜を一緒に入れて一定量の染色液を使うとか。

容器はガラス製の短い試験管の方が良い気がするけど、わざわざ入手する必要もないか。

小さい刺毛がとても見づらいのでこれだけを染める仕上げ染めというのは可能だろうか。

Schauff, M. E. (2001) Collecting and preserving insects and mites